Revista Científica UDO Agrícola Volumen 4. Número 1. Año 2004. Páginas: 1-20

 

Fijación biológica de nitrógeno

 

Biological Nitrogen Fixation

 

Juliana Mayz-Figueroa

 

Universidad de Oriente, Núcleo de Monagas, Laboratorio de Rizobiología, Campus Juanico, Maturín, Estado Monagas. Email: julianamayz@cantv.net

 

RESUMEN

 

Esta revisión es acerca de los organismos fijadores de nitrógeno, viviendo libres o en asociación con plantas terrestres. Se discute su hábitat, morfología y los aspectos fisiológicos; se incluyen, la ubicación de las estructuras involucradas en la Fijación Biológica de Nitrógeno, los mecanismos de protección de la nitrogenasa, las vías metabólicas de incorporación del nitrógeno fijado y los compuestos nitrogenados transportados vía xilema o floema. Además, se citan géneros y especies de organismos o sistemas fijadores que se localizan en el territorio de Venezuela, indicando el colector y el herbario de referencia.

 

Palabras Clave: Fijación Biológica de Nitrógeno, Microorganismos de vida libre, Asociaciones, Nitrogenasa.

 

ABSTRACT

 

This review is about nitrogen-fixing organisms, free-living or living in association with terrestrial plants. Their habitat, morphology and physiological aspects are discussed; location of the involved structures in the Biological Nitrogen Fixation, mechanisms of nitrogenase protection, metabolic routes of fixed nitrogen incorporation and nitrogen compounds transported via xylem or phloem are included. In addition, genus and species of organisms or fixing-systems located in the states of Venezuela countryside are mentioned, jointly with the collector and the reference herbarium.

 

Key Words: Biological Nitrogen Fixation, Free-living microorganisms, Associations, Nitrogenase.

 


INTRODUCCIÓN

 

El Nitrógeno (N) es un elemento necesario en la composición de proteínas, ácidos nucleicos y otros componentes celulares, siendo así una molécula esencial para  el crecimiento de todos los organismos.  En la atmósfera el N ocupa aproximadamente el 80%, existiendo en la forma NºN; sin embargo, el N2, debido al triple enlace entre los dos átomos de nitrógeno, que hace a la molécula casi inerte, no puede ser aprovechado por la mayoría de las formas vivientes, sino sólo por un pequeño grupo de microorganismos altamente especializados, que incluyen algas, bacterias y actinomicetes.  Para ser utilizado en el crecimiento, este debe ser primero reducido y luego “fijado” (combinado) en la forma de iones amonio (NH4+) o nitrato (NO3-).  El proceso a través del cual esos microorganismos reducen el nitrógeno hasta una forma utilizable es conocido como Fijación Biológica de Nitrógeno (FBN por sus siglas en español).  El proceso puede ser llevado a cabo por los microorganismos en vida libre o en simbiosis con plantas, y el mismo no sólo permite usar el nitrógeno atmosférico sino también revertir o reducir la degradación del suelo (Allan y Graham, 2002; Parsons, 2004).

 

La FBN es mediada por el complejo nitrogenasa,  presente en los organismos fijadores, el cual  cataliza la conversión del N2 a NH4+ bajo la reacción general: N2 + 10H+ + 8e- + nMgATP  ®  2NH4+ + H2 + nMgADP + nPi (n  ³16).  Esta requiere de grandes cantidades de poder reductor y energía (ATP), y la reducción obligada de protones con un mínimo de 1 mol of H2 producido por mol de N2 reducido (Halbleib y Luden, 2000).  La actividad del complejo enzimático puede ser mermada por el oxígeno, de tal manera que los organismos fijadores poseen mecanismos (e.j. alta tasa respiratoria, compartamentalizaciones o protección conformacional) que les permiten mantener bajas concentraciones de éste a fin de mantener la enzima funcionando (Ureta y Nordlund, 2002; Lee et al., 2004).  

 

Organismos involucrados en la FBN

 

Entre los microorganismos involucrados en la FBN se encuentran: bacterias, algas verde-azules (cianobacterias) y actinomicetes, los cuales pueden fijar el nitrógeno viviendo libremente o formando asociaciones.

 

Microorganismos de Vida Libre

 

Bacterias

 

Las bacterias fijadoras de nitrógeno son componentes importantes del suelo y requieren una fuente de energía química si no son fotosintéticas, las cuales a su vez utilizan la energía de la luz solar. 

 

Entre las bacterias de vida libre pueden encontrarse: anaeróbicas obligadas o facultativas (e.j. Clostridium pasteurianum, Klebsiella spp., Desulfovibrio sp.), aeróbicas obligadas (e.j. Azotobacter spp., Beijerinckia sp.) y fotosintéticas (bacterias púrpuras sulfurosas y no sulfurosas, y bacterias verdes sulfurosas) (Allan y Graham, 2002).

 

Las bacterias aeróbicas dependen fuertemente de las condiciones de humedad, oxígeno y materia orgánica, y las anaeróbicas son predominantes en suelos anegados donde existen las condiciones de humedad y materia orgánica, pero el suministro de oxígeno está restringido.  La FBN en los suelos tropicales con las condiciones requeridas de humedad, temperatura y materia orgánica es generalmente alta.  Se reporta que el número de bacterias fijadoras de nitrógeno es particularmente elevado en la zona adyacente a la raíz (rizósfera), debido a la liberación de compuestos orgánicos que le sirven como nutrimento (Dugan 2004).

 

Las bacterias aeróbicas emplean dos mecanismos de protección de la nitrogenasa: la protección respiratoria, donde se produce una elevada tasa respiratoria a expensas de un alto consumo de carbono y energía, manteniendo así una concentración intracelular de oxígeno baja; y  la protección conformacional,  en la cual la nitrogenasa cambia su disposición a una forma reversible inactiva (Robson y Postgate, 1980; Segura y Espín, 1998).

 

Cianobacterias

 

Las Cianobacterias tienen una amplia distribución y ocupan un gran rango de habitas al igual que las bacterias, que incluyen suelo y agua, tanto de regiones tropicales y templadas como de climas extremos (Herrero et al. 2001),  Presentan una gran diversidad morfológica, desde unicelulares hasta multicelulares filamentosas y con o sin la presencia de heterocistos.  Stanier y Cohen-Bazire (1977), las describen como fotoautotróficas, fijadoras de CO2 a través del Ciclo de Calvin y carentes de 2-oxoglutarato deshidrogenasa.  En las cianobacterias, el amonio es incorporado en esqueletos carbonados (2-oxoglutarato) a través del ciclo de la glutamina sintetasa-glutamato sintasa para la biosíntesis de glutamato y compuestos nitrogenados derivados (Herrero et al., 2001).

 

Los heterocistos (Figura 1) son células especializadas, distribuidas a lo largo o al final del filamento (cianobacterias multicelulares filamentosas), los cuales tienen conexiones intercelulares con las células vegetativas adyacentes, de tal manera que existe un continuo movimiento de los productos de la fijación de nitrógeno desde los heterocistos hacia las células vegetativas y de los productos fotosintéticos desde las células vegetativas hacia los heterocistos (Todar, 2004). 

 

Debido a la sensibilidad de la enzima nitrogenasa al oxígeno, las cianobacterias tienen como mecanismos de protección, la separación en espacio o en tiempo de los mecanismos fotosintéticos y de fijación de nitrógeno. Algunas algas filamentosas como Nostoc y Anabaena, tienen la nitrogenasa confinada a los heterocistos, los cuales carecen del fotosistema II liberador de oxígeno y rodeados de una pared glicolipídica gruesa que reduce la difusión de éste hacia las células, cualquier oxígeno  que  difunde  hacia los heterocistos es rápidamente reducido por hidrógeno; así, la  fijación  de nitrógeno  está  espacialmente  y  metabólicamente

b

 
separada del proceso fotosintético; las algas unicelulares (e.j. Gloeocapsa) y las filamentosas sin heterocistos  (e.j. Trichodesmium), presentan los dos procesos separados en tiempo; de tal manera que la nitrogenasa sólo ocurre en el período de oscuridad.  Sin embargo, algunas cianobacterias como mantienen la fijación de nitrógeno durante el período de luz, a expensas de una elevada tasa respiratoria, mecanismo similar al presentado por las bacterias aeróbicas  (Capone et al., 1997; Herrero et al., 2001; Omoregie et al., 2004; Todar, 2004).

 

Cuadro de texto:  

Figura 1.a. Imagen de contraste de fase de filamentos de Nostoc punctiforme, mostrando heterocistos (flechas).  
               b. Imagen epifluorescente de los filamentos mostrados en la Figura a. (Meeks y Elhai, 2002).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Actinomicetes

 

Los actinomicetes son bacterias filamentosas Gram positivas, comunes en el suelo, especialmente en suelos de elevado pH y poca humedad.  Se les considera como organismos intermedios entre los hongos y las bacterias, formadores de micelios (Lechevalier y Lechevalier, 1979; Huss, 1990).

 

Frankia es un género del grupo de los actinomicetes, cuya especie  F. alni, se ha reportado como fijadora de nitrógeno tanto en vida libre como en asociación con algunas angiospermas (no leguminosas).  Las especies de Frankia son de crecimiento lento en cultivo y requieren de medios especializados para su crecimiento, presentan hifas ramificadas y septadas con vesículas y esporangios.  Los esporangios multiloculares e irregulares en forma se localizan terminal, lateralo intercalarmente en las hifas, cuyas esporas no resistentes al calor sirven probablemente como agentes de propagación.  La actividad de la nitrogenasa ha sido asociada con las vesículas, las cuales pueden formarse lateral o terminalmente en las hifas y bajo condiciones de deficiencia de nitrógeno.  Cada vesícula está rodeada por una multicapa lipídica que probablemente funciona como una barrera para la difusión de oxígeno. Estudios estructurales en cultivo han mostrado que el grosor de la capa lipídica aumenta en respuesta a un incremento de la concentración de oxígeno, a fin de evitar la inactivación de la nitrogenasa (Silvester et al., 1990; Nalin et al., 2000; Todar, 2004).

 

 

Asociaciones

 

Asociaciones no simbióticas

 

Bacterias-Filósfera

 

            Varias bacterias fijadoras de nitrógeno pueden colonizar la filósfera, término usado por algunos investigadores para referirse a la superficie adaxial y abaxial de la hoja, y por otros a la hoja completa, incluyendo el ambiente interno. Se ha observado que las bacterias más abundantes en las hojas son las pigmentadas (e. j. Methylobacterium mesophilicum, Pseudomonas syringae), a las cuales se les ha atribuido una mejor adaptación a los rayos solares (Sundin y Jacobs, 1999; Hirano y Upper, 2000).   Las especies de Beijerinckia  y Azotobacter son comúnmente encontradas en cultivos; y se ha reportado su efecto benéfico en el crecimiento de las plantas (Ching-Hong, 2001; Lindow y Brandl, 2003).  Sin embargo, no está clara la forma en que las plantas se benefician y posiblemente  se ha atribuido el beneficio a la absorción radical de compuestos nitrogenados, los cuales una vez excretados por las bacterias en las hojas, llegan a la raíz por lavado.

 

            Bacterias-Rizósfera

 

            Hiltner en 1904 observó por primera vez la acumulación de microorganismos en la zona radical y propuso el término “rizósfera”.  Los exudados radicales, conformados por substancias diversas crean alrededor de las raíces (rizósfera) un ambiente nutricional enriquecido que favorece el crecimiento bacteriano.  Smith (1976) y Martin y Kemp (1980) reportan la presencia de carbohidratos y aminoácidos, y señalan que la composición y cantidad de exudados varía con la especie presente y las condiciones abióticas, tales como agua y temperatura.

 

            La relación que se establece entre las bacterias y las plantas puede ser favorable, perjudicial o neutra.  Dentro de las relaciones favorables se encuentra la asociación con bacterias fijadoras de nitrógeno; entre estas, especies de Azospirillum[1], Enterobacter, Klebsiella, Pseudomonas y Burkholderia (Estrada et al., 2001).  Las bacterias fijadoras de nitrógeno pueden ser categorizadas dentro del grupo de las rizobacterias promotoras del crecimiento (PGPR, por sus siglas en inglés), al ejercen un efecto benéfico sobre el crecimiento de las plantas.  La primera especie aislada fue Azospirillum lipoferum (para entonces nombrada como Spirillum lipoferum) en Holanda en 1925 (BeijerincK, 1925) y de la cual en la actualidad se reconocen 7 especies: A. brasilense, A. lipoferum, A. amazonense, A. halopraeferans, A. irakense, A. largimobile y A. doebereinerae (Tarrand et al.,1978; Magelhaes et al., 1983; Reinhold et al., 1987; Khammas et al., 1989; Sly y Stackebrandt, 1999; Eckert et al., 2001); desde entonces ha sido aislada de varias especies cultivadas y silvestres y de varios tipos de suelo. 

 

            Por muchos años se consideró que el efecto benéfico de las bacterias fijadoras de nitrógeno sólo provenía de la utilización por las plantas del amonio excretado; así existen numerosas publicaciones que prueban tal efecto (Mirza et al., 2001; Becker et al., 2002); sin embargo, se ha encontrado que esta bacterias también producen fitohormonas (auxinas, giberelinas y citocininas) que afectan favorablemente el desarrollo de las plantas, particularmente de la raíz (Persello-Cartieaux et al., 2003).  Más recientemente se ha reportado que las bacterias fijadoras de nitrógeno incrementan la capacidad radical de absorción de nitrato, indirectamente como una consecuencia  de la estimulación del desarrollo radical y directamente por estimulación del sistema transportador del compuesto (Mantelin y Touraine, 2004).

 

Asociaciones simbióticas

Rhizobia-Leguminosas

            Rhizobium  Frank 1889, el género tipo de la Familia Rhizobiaceae Conn 1998, está representado por bacterias de forma bacilar, Gram negativas, habitantes del suelo, que tienen la capacidad de formar nódulos en varias leguminosas y en Parasponia spp. (e. j. P. andersonii, P. rigida).  Esta relación simbiótica es controlada genéticamente tanto por la planta como por la bacteria y ocurre a través de una secuencia de estados de desarrollo que culminan en el establecimiento de una simbiosis efectiva: el nódulo fijador de nitrógeno.  El primer nombre dado a las bacterias de los nódulos de las raíces de las leguminosas fue Phytomyxa, el cual lo propuso Schroeter en 1886, considerando la relación de estas bacterias con los hongos mucosos.  Sin embargo, en 1970, la Comisión Judicial del Comité Internacional de Nomenclatura Bacteriana (Opinión 34) aprobó como nombre genérico Rhizobium FranK 1889 (nombre conservado) en vez de Phytomyxa Schroeter 1886 (nombre prioritario).  Esto se hizo en base a que el nombre RhIzobium, tiene la ventaja de enfatizar la importancia agronómica de las bacterias de los nódulos de las raíces (rhiza: raíz, bius: vida, Rhizobium: vida en las raíces) y a su vez guarda tributo a la extensa literatura publicada con ese nombre (Mayz, 1997).  Actualmente, además de Rhizobium,  existen otros géneros de bacterias fijadoras de nitrógeno: Ensifer (Casida, 1982), Bradyrhizobium (Jordan 1982), Azorhizobium (Dreyfus et al., 1988) y Mesorhizobium (Jarvis et al., 1997).   Weir (2004) hace una revisión exhaustiva de la taxonomía actual de los rizobia.

 

            El enigma de las leguminosas fue aclarado cuando Hellriegel y Wilfarth en 1888 probaron la fijación de nitrógeno en plantas noduladas, esto fue seguido por el aislamiento de la primera bacteria de los nódulos por Beijerinck ese mismo año.  En 1932, Fred y colaboradores publicaron una monografía que ha recorrido el mundo, donde revisaron y analizaron la información existente sobre la simbiosis; sus consideraciones tuvieron una profunda influencia en la práctica y teoría subsiguientes.  Para las décadas posteriores y hasta la actualidad los avances tecnológicos han permitido estudios más detallados y por lo tanto un mejor conocimiento y entendimiento de la simbiosis leguminosas-rizobia.

 

            Para que se establezca la relación simbiótica deben ocurrir las siguientes etapas: 1. multiplicación de las bacterias en la rizósfera, 2. colonización de la rizósfera, 3. adsorción de las bacterias a la raíz, 4. ensortijamiento de los pelos radicales, ocurre en las raíces cuando la infección es vía pelos radicales y en algunas donde acontece vía unión raíces laterales-raíz principal, 5. formación de los hilos o zonas intercelulares de infección, 6. crecimiento del hilo de infección hacia las células corticales o invasión directa de las mismas, y 7. diferenciación tisular y desarrollo del nódulo (Figura 2).  Los cambios morfológicos y fisiológicos que ocurren a nivel de los puntos de desarrollo nodular van acompañados de señales moleculares inducidas por genes propios del proceso (genes Nod) (Mayz, 1997; Perret et al., 2000;  González y Marketon, 2003; Gage, 2004).

 

 

Cuadro de texto:  

Figura 2. Invasión de pelos radicales por Rhizobium sp. (A) rizobia (rh) coloniza la rizósfera y se adhiere al pelo radical (r). (B) “Factores  Nod” inducen el ensortijamiento del pelo radical y permiten la penetración bacteriana al centro de infección (ci).  El núcleo del pelo radical (n) precede el crecimiento del hilo de infección (it).  (C) El hilo de infección alcanza la base del pelo radical (it), aún acompañado del núcleo (n) (D) El pelo radical (r) se ramifica (rit)  cerca del primordio nodular formado por las células corticales en división. (E) Los bacteroides (b) son liberados desde el hilo de infección (it) y forman simbiosomas (s) donde se acumulan gránulos de poly--hidroxibutarato (phb) rodeados por la membrana peribacteroidal (pb). Otras abreviaturas: c, corteza;   d, vacuola digestiva; ep, epidermis; ed, endodermis (Perret et al., 2000).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

El tipo y estructura nodular es dependiente de la planta hospedera, así se tienen:

 

a. nódulos determinados, en los cuales la actividad meristemática cesa temprano en su formación y su aspecto final resulta del alargamiento de las células, este tipo de desarrollo origina nódulos esféricos o globosos (Figura 3A), que pueden organizarse alrededor de la raíz para formar los denominados nódulos en collar (Figura 3B) (Hirsch, 1992; Mayz, 1997).

 b. nódulos indeterminados, los cuales presentan un meristema persistente, que puede producir nódulos ramificados o coraloides, puesto que constantemente se añaden nuevas células a la parte distal del nódulo; de tal manera que todos los estados de desarrollo están así representados, debido a que ocurre un gradiente de formación desde la parte distal, a la proximal en el punto de unión a la raíz.  Este tipo de desarrollo da lugar a nódulos elongados o cilíndricos (Figura 3C) y ramificados o coraloides (Figura 3D) (Hirsch, 1992; Mayz, 1997). La utilización del nitrógeno atmosférico en la simbiosis, requiere de la integración de las vías metabólicas de la fijación (bacteroides) y de la asimilación (planta hospedera) del nitrógeno. La bacteria emplea compuestos carbonados oxidables suplidos por la planta para su metabolismo y desarrollo y para la síntesis de ATP y del poder reductor usados en la reacción de fijación catalizada por la nitrogenasa, la cual genera el nitrógeno asimilable (NH4+), que es metabolizado en las células nodulares a amidas o ureidos, que luego son exportados vía xilema al resto de la planta, donde son usados (Mayz, 1997).

 

 

Cuadro de texto:  

Figura 3.	Formas nodulares presentes en algunas especies de leguminosas. 1. Vigna unguiculata, 2. Desmodium canum, 3. Centrosema brasilianum,    4. Cannavalia ensiformis, 5. Indigofera hirsuta, 6. Cajanus cajan,  7-8. Crotalaria retusa,  9. Gliricidia sepium (Mayz, 1997).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

El primer producto de la reacción de fijación es NH3 (amoníaco), pero este es rápidamente protonado, formándose NH4+, lo cual es favorecido por el pK (9,25) de la reacción, de tal manera que amonio es la especie predominante a los pHs fisiológicos y la que toma parte en las reacciones de asimilación (Sprent y Sprent, 1990).



El amonio es un inhibidor de la síntesis de nitrogenasa, por lo que es imperativa su rápida asimilación; en el citosol de las células infectadas, éste es asimilado en ácido glutámico, en cuya reacción interviene la enzima octamérica ATP dependiente glutamina sintetasa o GS, y donde se forma glutamina, la cual puede ser exportada o usada para restaurar el ácido glutámico, a través de una reacción con el ácido 2-oxoglutárico (proveniente del ciclo de los ácidos tricarboxílicos) catalizada por la enzima monomérica NADH dependiente glutamato sintasa, también denominada glutamina-2-oxoglutarato aminotransferasa o GOGAT (Sprent y Sprent, 1990; Ortega et al., 2004).

 

Las leguminosas simbióticas pueden ser separadas en dos grupos de acuerdo a los productos exportados desde los nódulos: las exportadoras de amidas (asparagina, glutamina) (Figura 4) y las exportadoras de ureidos  (alantoína y ácido alantoico) (Figura 5).  El primer grupo incluye varias especies de regiones templadas, entre estas Lupinus subcarnosus, Pisum sativum y Medicago sativa y el segundo varias especies tropicales, tales como Glycine max, Phaseolus vulgaris y Vigna unguiculata (Scott et al., 1976; Miflin y Habash, 2002; Harrison et al., 2003).

 

 

Cuadro de texto:  

Figuara 4. Síntesis de asparagina en nódulos de Lupinus sp. 1. glutamina sintetasa, 2. glutamato sintasa, 3. aspartato aminotransferasa, 4. asparagina sintetasa, 5. fosfoenol piruvato carboxilasa (Scott et al., 1976).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cuadro de texto:  
Figura 5. Síntesis de los ureidos alantoína y ácido alantoico. 1. glutamina sintetasa, 2. glutamato sintasa, 3. aspartatp aminotransferasa,     4. aminotransferasas, 5. inosina monofosfato deshidrogenasa,     6. nucleosidasas, nucleotidasas, 7. xantina deshidrogenada, 8. urato oxidasa (uricasa), 9. alantoinasa, 10. fosfoenol piruvato carboxilasa (Mayz, 1997).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cianobacterias-Hongos (Líquenes), Briofitas, Helechos, Angiospermas, Gimnospermas

 

Las cianobacterias se asocian simbióticamente con representantes de las cuatro principales divisiones filogenéticas de las plantas terrestres: briofitas (musgos,  hepáticas y antocerotas), helechos, gimnospermas y angiospermas; además, se asocian con hongos para formar los líquenes y con organismos marinos (Meeks y Elhai, 2002).  Esta revisión se centra en las asociaciones de cianobacterias con plantas terrestres.


 


Líquenes

 

Los líquenes son asociaciones simbióticas entre un hongo (micobionte) y una cianobacteria (fotobionte o cianobionte).  La cianobacteria más frecuente en los líquenes es Nostoc (Meeks y Elhai, 2002; Oksanen et al., 2004).  Los líquenes viven en varias superficies: suelos, árboles, rocas y paredes, a menudo son los primeros en establecerse en el ambiente, constituyendo la única vegetación en ambientes extremos. Su aspecto es variable: de hojas (folioso, Figura 6), de costra (crustoso, Figura 7) o de arbusto (fruticoso, Figura 8) (Purvis, 2000).

 

Cuadro de texto:

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 6. Parmotremma stuppeum (Amstrong, 2004)[2]

Cuadro de texto:

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 7.  Caloplaca saxicola (Silverside, 2002)[3]

 

 

 

Cuadro de texto:

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Figura 8.  Teloschistes chrysophthalmus (Armstrong, 2001)[4]

 

 

La anatomía de los líquenes varía desde muy simple hasta compleja (Per, 2001; Brodo et al., 2001):

 

       

a. El talo homómero presenta una estructura uniforme donde están distribuidas las células del alga, penetradas por las hifas del hongo (Figura 9).

 

 b. El talo heterómero con una sola especie de alga (liquen bipartito), exhibe capas delimitadas e identificables: la corteza superior, la capa fotobióntica que contiene las células del alga, la médula, donde se alojan las hifas del hongo y la corteza inferior (Figura 10).

 

 c. En el talo heterómero donde se presentan dos especies de algas (liquen tripartito), la cianobacteria está confinada a estructuras especiales o cefalopodios que pueden sobresalir en la superficie superior o inferior del liquen, o permanecer internamente, y el alga verde está localizada en la corteza superior (Figura 11).

 

En la asociación, la cianobacteria debe ser capaz de llenar los requerimientos bioquímicos y de desarrollo del hongo. La función del fotobionte en el talo es de proporcionar compuestos nitrogenados y carbohidratos (polioles y glucosa), donde alrededor del 80% o más de los productos fotosintéticos son liberados e inmediatamente absorbidos por el micobionte, mientras que el hongo le suministra protección, agua y minerales (Hill, 2001;  Schofield et al., 2003).

Cuadro de texto:  

Figura 9. Talo Homómero (Per, 2001)

 

Cuadro de texto:  
Figura 10. Talo heterómero (Per, 2001)
Cuadro de texto:  
Figura 11. Talo heterómero con cefalopodios (Per, 2001)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cianobacterias-Briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas)

 

Los musgos (e.j., Sphagnum spp.)[5], hepáticas (e.j: Marchantia spp.)[6] y antocerotas (e.j  Anthoceros spp., Notothylas spp. y Phaeoceros spp.) forman asociaciones simbióticas con especies de cianobacterias, siendo las especies de Nostoc las más frecuentemente encontradas (e.j. N. ellipsosporum  y N. punctiforme) (Adams, 2000; Wong y Meeks, 2002).

 

 Las colonias de la cianobacteria se alojan en cavidades especiales (domatias) localizadas en la parte ventral del gametofito (Figura 12), donde ocurre el intercambio de compuestos nitrogenados y carbohidratos (Vance et al., 1998; Costa et al., 2001).  Los heterocistos proporcionan los productos nitrogenados a las células vegetativas de la planta, y en turno reciben los productos fotosintéticos.  Se asume que existen mecanismos reguladores (probablemente genes) que controlan la diferenciación y el patrón de distribución de los heterocistos en las cianobacterias simbióticas, a fin de optimizar la fijación de nitrógeno y por ende la simbiosis (Yoon y Golden, 2001).

 

 

Cuadro de texto:  

Figura 12. Sección del talo de Anthoceros punctatus, mostrando los domatia (flechas) con colonias de Nostoc punctiforme (Wong y Meeks, 2002).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cianobacterias-helechos (Azolla)

 

Azolla (Figura 13) es un helecho acuático que forma una simbiosis permanente y hereditaria con la cianobacteria Anabaena azollae, cuya relación mutualística es la única conocida en la naturaleza entre una pteridofita y una procariotica diazotrófica Esta asociación fue descrita por primera vez por el científico alemán Eduard Strasburger en 1873.  En Venezuela se han identificado algunas especies: e.j. A. filiculoides[7] y A. carolliniana[8].   

 

Azolla es usado como fertilizante verde y como alimento para animales en China y Vietnam, y algunas regiones de África desde hace mucho tiempo y más recientemente como un biofiltro de aguas servidas (Carrapiço, 2002; van Hove y Lejeune, 2002).  

 

El endosimbionte se aloja en la cavidad del lóbulo dorsal clorofílico de la hoja bilobada (Fig. 14), donde además se localizan tricomas que intervienen en el transporte de substancias.  En esta asociación ocurre un intercambio de compuestos desde la cianobacteria hacia el hospedero (compuestos nitrogenados) y en vía contraria (productos fotosintéticos).

 

Cuadro de texto:  

Figura 13. Talo de Azolla sp.  (van Hove y Lejeune, 2002).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cuadro de texto:  
Figura 14. Lóbulo dorsal (a) de la hoja de Azolla  filiculoides (b), mostrando la cavidad (c), donde se localiza el endosinbionte Anabaena azollae (Carrapico, 2002).

 

 

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Cianobacterias-Angiospermas

 

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Todas las especies de Gunnera (Figura 15) forman asociaciones simbióticas con Nostoc  (particularmente con N. punctiforme) (Figura 16), siendo la única angiosperma conocida por formar este tipo de asociación. Las cianobacterias se localizan intracelularmente (Figura 17) en las glándulas ubicadas en la base del pecíolo (Figura 18) donde ocurre el intercambio de compuestos: nitrogenados desde el alga y  fotosintéticos desde la planta (Benson y Margulis, 2002). Las glándulas se abren al exterior a través de varios canales y las células que las conforman se separan ligeramente en la base de los canales, formando una cavidad (Bergman et al., 1992). Las especies de Gunnera (alrededor de 40) se distribuyen principalmente en el Hemisferio Sur, y se consideran originarias de Suramérica  (Wanntorp y Wanntorp, 2003).  G. pittierana es autóctona en el Parque Nacional Henry Pittier (Venezuela).

 

 

Cuadro de texto:  

Figura 15. Planta de Gunnera magellanica (Rai et al., 2000).

Cuadro de texto:  

Fig. 16.  Fotomicrografía en microscopio de luz del corte transversal del tallo de G. chilense, mostrando las colonias de Nostoc (S.U., 2004).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cuadro de texto:  

Figura 17. Fotomicrografía en microscopio de transmisión del corte transversal del tallo de G. chilense, mostrando la infección intracelular por Nostoc (S. U., 2004).

Cuadro de texto:  

Figura 18. Tallo de G. chilensis  mostrando las glándulas en la base de los pecíolos (S.U., 2004).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Cianobaterias- Gymnospermas (Cícadas)

    

       El grupo de las cícadas (e.j. Cycas, Zamia, Bowenia)  forma asociaciones simbióticas con cianobacterias (siendo las más comunes Nostoc spp, Spirulina sp. Oscillatoria sp., Anabaena spp., Rivularia sp. y Calothrix sp.) proporcionando un ambiente estable al alga a cambio del nitrógeno fijado; en esta alianza las cianobacterias son endosimbiontes de algunas raíces (raíces coraloides o parecidas a corales), las cuales se caracterizan por tener un crecimiento apogeotrópico o hacia la superficie del suelo (Figura 19) (Medeiros y Stevenson, 2004; Thoumire, 2004).  Cycas revoluta es común en parques y jardines del país (Figura 20).

 

       El proceso de colonización de las raíces precoraloides envuelve mecanismos de acción y reacción de ambos organismos. El alga penetra a través de la epidermis hacia la zona cianobacterial (Figura 21), produciéndose cambios permanentes que conducen a la transformación de las raíces precoraloides en raíces coraloides simbióticas (Figura 19) (Lindblad y Costa, 2002).

 

Cuadro de texto:  

Figura 19. Raíces precoraloides (PC) y coraloides (C) de Cycas circinalis, donde se muestra la cianobacteria como endófito (®) (Medeiros y Stevenson, 2004).       
Cuadro de texto:  

Figura 21.  Sección transversal de una raíz coraloide mostrando la zona cianobacterial (CZ), traqueidas (Xy), corteza externa (OC) e interna (IC) y peridermis (Pd ) (Medeiros y Stevenson, 2004).

 

Cuadro de texto:  

Figura 20.  Cycas revoluta. copyright © Geoff Stein, 1997 (VCE, 2004)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Después de la reducción del nitrógeno hasta amonio, éste es incorporado en glutamina por glutamina sintetasa, luego el grupo amida es transferido a la posición alfa del a-cetoglutarato, produciéndose glutamato, reacción catalizada por la glutamato sintasa; sin embargo, el análisis de la savia xilemática ha revelado que los compuestos nitrogenados transportados varían en algunas especies; así en Macrozamia, Lepidozamia y Encephalartos se ha encontrado glutamina y citrulina, mientras que en Bowenia y  Cycas, glutamina y ácido glutámico (Lindblad y Costa, 2002).

 

Fisiología del Intercambio de compuestos en las asociaciones con cianobacterias

 

Durante la simbiosis de las cianobacterias con otros organismos, ocurren cambios estructurales y fisiológicos que conducen al intercambio apropiado de compuestos entre el cianobionte y el hospedero (Figura 22).

 

 

Cuadro de texto:  


Figura 22. Intercambio de compuestos en las asociaciones con cianobacterias.  N2 asa: nitrogenasa, GDH: glutamato deshidrogenada, GS-GOGAT: vía glutamato cintasa-glutamato deshidrogenada, H: heterocistos, V: células vegetativas (Rai et al., 2000).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

En el caso de localizaciones extracelulares del alga como en los líquenes, el contacto íntimo de las hifas con los heterocistos permite el tráfico de substancias, desconociéndose el mecanismo exacto de intercambio.  Se ha encontrado que en los cianolíquenes bipartitos (hongo-alga) ocurre el movimiento de productos fotosintéticos desde el cianobionte al micobionte, siendo principalmente glucosa, la cual es convertida a manitol (no producido, ni consumido por el alga) en el hongo, posiblemente una estrategia para el secuestro de carbohidratos.  Como causa de esta liberación de glucosa se ha considerado la reducción de la síntesis de polisacáridos para la formación de las paredes celulares. El alga permanece independiente en cuanto a sus requerimientos y producción de carbohidratos. En los líquenes con cefalopodios o tripartitos no se ha encontrado o existe poco movimiento de carbohidratos desde el cianobionte al micobionte, considerándose que la fuente de carbohidratos es el ficobionte (alga verde) asociado ya que la cianobacteria no fotosintetiza. La glucosa liberada origina un pool de glucano, el cual sirve como reservorio, siendo la fuente a utilizar por el cianobionte. En el caso de localizaciones intracelulares como en briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas), helechos (Azolla), angiospermas (Gunnera) y gimnospermas (cícadas), se señala la posibilidad  de que el cianobionte pierda su capacidad fotosintética y que el C provenga de las partes fotosintéticas del hospedero hacia el tejido simbiótico como sacarosa o procedente de la degradación de los polisacáridos que están normalmente presentes en el mucílago de las cavidades o nódulos donde habita la cianobacteria. La fijación y transferencia de nitrógeno desde el cianobionte al hospedero ocurre en todas las simbiosis, siendo los heterocistos, los sitios de fijación y de las primeras reacciones de asimilación. El N puede existir en las células en las formas  NH4+ o NH3 que puede difundir a través de las membranas o ser reciclado por las células a través de un sistema transportador de amonio, devolviéndolo desde el espacio periplásmico conjuntamente con un protón.  En los líquenes el amonio liberado, es asimilado vía glutamato deshidrogenasa, pero en las otras asociaciones se presenta la vía glutamato sintasa-glutamato sintetasa.  El transporte de nitrógeno desde los tejidos simbióticos  hacia las otras partes del hospedero se hace en forma de aminoácidos.  En los líquenes tripartitos, se ha demostrado el transporte de alanina desde el cefalopodio hacia el resto del talo; en Azolla, se transportan desde las cavidades en las hojas hacia el ápice del tallo los compuestos glutamato, glutamina, amonio y un derivado de glutamato; en Gunnera, asparagina es el compuesto principal exportado a través del floema desde las glándulas al resto de la planta y en las cícadas una mezcla de aminoácidos es liberada en el xilema desde las raíces coraloides, principalmente citrulina en Zamiaceae y glutamina en las otras familias (Rai et al., 2000).

 

Frankia-Angiospermas

 

            La ocurrencia de Frankia en el interior de los nódulos de algunas plantas fue reportada por Woronin en 1866, quien describió las hifas y vesículas como pertenecientes a un hongo parásito, más tarde correctamente identificadas como pertenecientes al actinomicete Frankia. (Becking, 1974, Lechevalier y Lechevalier 1979), pero no fue sino hasta 1978 cuando pudo ser aislado.   Este actinomicete forma nódulos (actinorizas) o raíces laterales modificadas con lóbulos hasta de 5 cm de longitud (Figura 23) y fija nitrógeno en ocho familias de dicotiledóneas: Betulaceae[9], Casuarinaceae, Coriariaceae, Datiscaceae, Elaeagnaceae, Myricaceae[10], Rhamnaceae[11] y Rosaceae[12] Como consecuencia, estas plantas son capaces de crecer en suelos pobres e intervenidos (Verghese y Misra, 2002),  siendo así útiles en la recuperación de suelos y reforestación.

Cuadro de texto:  

Figura 23.  Nódulos de Alnus sp. mostrando la estructura multilobulada. Copyright © Lundquist, P.O. (Allan y Graham, 2002).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

En el proceso simbiótico y de formación de los nódulos se presentan variaciones determinadas por el hospedero, que incluyen la vía de infección (en algunas especies la infección es vía pelos radicales, e.j. Casuarina, Morella (Myrica), y en otras procede intercelularmente, e.j. Discaria, Dryas, Ceanothus, la morfología y anatomía de los nódulos y en la diferenciación de Frankia en el desarrollo nodular  (Benson y Silvester, 1993; Huss, 1990, 1999). La formación del primordio nodular (Figura 24) se inicia en el periciclo, donde se originan raíces laterales modificadas de forma lobular con células infectadas en la corteza. Frankia penetra los pelos radicales curvados o intercelularmente hacia  la corteza, donde ocurren divisiones celulares limitadas que dan lugar a la formación del prenódulo; al mismo tiempo, en las células del periciclo opuestas al protoxilema se suceden divisiones mitóticas que conducen a la formación  de las raíces laterales modificadas o nódulos; al prenódulo se le considera como un órgano simbiótico paralelo, desde donde progresan las hifas hacia el primordio del nódulo (Laplaze et al., 2000; Obertello, 2003). Los lóbulos presentan un meristema apical y Frankia existe como un micelio vegetativo con presencia de vesículas donde es protegida y funciona la nitrogenasa; tal resguardo es dado por la elevada concentración de ácidos grasos; sin embargo, en  Casuarina y Allocasuarina, no se forman vesículas, dado el cambio de composición de las paredes celulares, las cuales se hacen más hidrofóbicas y menos permeables  al oxígeno después de la infección (Verghese y Misra, 2002).

 

 

Cuadro de texto:  

Fig. 24.  Infección y desarrollo nodular (Obertello, 2003).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

Durante la simbiosis, el microsimbionte obtiene la energía de la planta hospedera a través de compuestos carbonados; se considera que Frankia por carecer de enzimas glicolíticas, obtiene el carbono de lípidos (Verghese y Misra, 2002); sin embargo, algunos investigadores han reportado el transporte de sacarosa vía floema hacia los nódulos (Parsons y Sunley, 2001).  Como en los otros sistemas simbióticos el compuesto de nitrógeno metabolizado es NH4+  a través de la vía GS/GOGAT, ATP/NADPH dependientes, que produce glutamina y luego glutamato en los nódulos; los aminoácidos aspartato y asparagina son subsecuentemente metabolizados por enzimas amido y amino transferasas (AAT) y sintetasas (AS) (Figura 25). El compuesto nitrogenado transportado vía xilema desde los nódulos varía entre los hospederos; así, se ha encontrado citrulina en Alnus sp. (Wheeler y Bond, 1970) y Casuarina equisetifolia (Walsh et al., 1984), arginina en Casuarina cunninghamiana (Sellstedt y Atkins, 1991), y glutamina y asparagina en Myrica (Fig. 25), Hippophae, Ceanothus y Elaeagnus (Huss, 1990; Parsons, 2004).

       

 

Cuadro de texto:  
Figura 25. Síntesis de asparagina en Myrica sp. (Parsons, 2004).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

CONCLUSIONES

 

            Los microorganismos fijadores de nitrógeno de vida libre, abarcan una gama morfológica que va desde los organismos unicelulares como las bacterias y algunas cianobacterias, hasta multicelulares como las cianobacterias filamentosas y los actinomicetes, que habitan diferentes ambientes, incluyendo los extremos, todos procarióticos; comprendiendo así microorganismos pertenecientes a los Dominios Archaea y Bacteria, los cuales pueden formar asociaciones con organismos pertenecientes al Dominio Eucaria.  Estas asociaciones pueden ser de tipo no simbiótico, ocurriendo principalmente en la filósfera o la rizósfera de algunas plantas, o de tipo simbiótico, dándose en briofitas (musgos, hepáticas y antocerotas), helechos (Azolla), gimnospermas (cícadas) y angiospermas (Gunnera, leguminosas y Parasponia) y en zonas de la planta que incluyen la raíz, el tallo y las hojas.         

 

            Una característica común de los microorganismos involucrados en la FBN, es la presencia del sistema enzimático nitrogenasa, que les permite la reducción del nitrógeno molecular (NºN) atmosférico hasta la forma asimilable NH4+. Esta enzima puede funcionar a cabalidad en los microorganismos viviendo en forma libre o asociados, excepto en las asociaciones de rizobia con leguminosas o Parasponia, donde la síntesis de la enzima es compartida; es decir su acción depende de los dos organismos involucrados.  La actividad es susceptible a las concentraciones de oxígeno de la atmósfera circundante, de tal manera que los organismos, bien aislados o asociados han adoptado mecanismos que le permiten la protección de la actividad de la misma, mecanismos que incluyen: protección respiratoria, conformacional y la compartamentalización.

 

            Bien sea de vida libre o asociados los organismos se  benefician de la FBN, al poder utilizar el nitrógeno del aire como fuente del elemento, e incorporarlo en compuestos esenciales para su crecimiento y desarrollo.  En general la vía de metabolización es la glutamato sintasa/glutamato sintetasa (GS/GOGAT), excepto en los líquenes, donde el amonio es asimilado vía glutamato deshidrogenada.  Los compuesto transportados vía xilema o floema son aminoácidos, principalmente glutamina o sus derivados aminas, amidas o ureidos formados por reacciones de aminación y desaminación.

 

       En Venezuela, están representados todos los organismos y asociaciones fijadoras de nitrógeno, siendo un potencial casi inexplorado; está en nuestras manos jugar un papel en este contexto.

 

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[1] Identificado en suelos de la Gran Sabana por Andrade  y Cuenca (1998).

 

[2] Parmotrema stuppeum (Taylor) Hale, colectada en el estado Mérida por López 353 (VEN).

 

 

[3] Caloplaca saxicola (Hoffm.) Nordin, colectada en el estado Mérida por López 464 (VEN) y Marcano et al. 197 (VEN).

 

[4] Teloschistes chrysophthalmus (L.) Norm. Colectado en el estado Mérida por Vareschi 233 (VEN) y López 441(VEN).

 

[5] Sphagnum meridense (Hampe) Müll. Hal. Bolívar: Steyermark y Wurdack 383 (MO); Trujillo: Griffin et al. 1129 (MO); Sphagnum sparsum Hampe Bolívar: Steyermark et al. 109321 (MO), Mérida: Griffin y López PV-922 (MO); Sphagnum tenerum Sull. & Lesq. ex Sull. Bolívar: Liesner 19159 (MO); Sphagnum recurvum P. Beauv. Bolívar: Steyermark et al. 128356 (MO); Sphagnum sancto-josephense H.A. Crum & Crosby Trujillo: Dorr et al. 5055 (MO, NY); Sphagnum magellanicum Brid. Amazonas: Steyermark 129570 (MO); Sphagnum ornatum H.A. Crum  Amazonas: Buck 10628 (MO, NY), Bolívar: Boom 9333 (MO, NY); Sphagnum perichaetiale Hampe Amazonas: Steyermark 107519 (MO), Bolívar: Liesner 19951 (MO).

 

[6] Marchantia polymorfa L. Colectada en el estado Mérida: Pittier 12894(MO), Marchantia chenopoda L. colectada en el Distrito Federal: Agostini et al. 81 (MO).

 

 

[7]    Mérida:  Barclay 9628 (MO).

 

[8] Amazonas: Liesner y Carnevali 22784 (MO), Portuguesa: Liesner y González 12698;  Zulia: Liesner y González 13188 (VEN).

 

[9]       Alnus acuminata subs. acuminata Kunth ha sido colectada en el estado Mérida: Hahn y Grifo 3509(MO); Alnus acuminata var. ferruginea (Kunth) Regel colectada en la Cordillera de los Andes por Pittier 13239 (VEN).

 

[10]     Morella pubescens (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Wilbur, 2001 ha sido colectada en los estados Barinas: Croat 74592 (MO), Lara: Liesner et al.  7939, Mérida: Liesner 13849 (MO), Yaracuy: Trujillo y Ponce 18275 (MO), Trujillo: Trujillo et al. 18370 (MO). y Distrito Federal: Gentry et al. 41263 (MO).

[11]     Rhamnus acuminata Maguire & Steyerm 1989. Colectada en el estado Amazonas: Maguire et al.  42496 (MO); Rhamnus sipapoenis Steyerm. Maguire y Politi 28656(MO).

 

[12] Prunus moritziana Koehne colectada en los estados Mérida: Hahn y Grifo 3341 (MO) y Yaracuy: Smith V10001.